運動營養新策略,一文搞定所有補劑知識

2024年1月4日發(作者：學習人工智能)

運動營養新策略，一文搞定所有補劑知識

摘要

盡管經過了50多年的研究，運動營養領域仍在快速發展。雖然傳統的研究重點集中在最大化競爭績效的策略上，但過去十年的新興數據表明，在調節那些調節骨骼肌對耐力和耐力訓練的適應的細胞信號通路中，常量營養素和微量營養素的利用能力可以發揮顯著作用。盡管如此，就運動表現而言，很明顯碳水化合物(但不是脂肪)仍然是主要的，精心選擇的運動輔助物質(如咖啡因、肌酸、碳酸氫鈉、β-丙氨酸、硝酸鹽)都可以在正確的運動環境中提高表現。然而，就運動訓練而言，現在認為減少碳水化合物和增加膳食蛋白質攝入的關鍵時期可以增強訓練適應性，而高碳水化合物利用率和抗氧化劑補充實際上可以減弱訓練適應性。新的證據還表明，維生素D可能在肌肉再生和隨后的損傷性運動后的肥大中發揮調節作用。最后，新型化合物(盡管主要在嚙齒動物模型中檢測)如表兒茶素、煙酰胺核苷、白藜蘆醇、β-羥基β-甲基丁酸、磷脂酸和熊果酸也可能促進或減弱骨骼肌對耐力和力量訓練的適應。綜上所述，很明顯，運動營養是奧林匹克競技提升的核心。

1. 介紹運動營養日益增長的作用

運動營養領域的傳統研究重點主要集中在那些可能提高比賽成績的策略上。通過這種方式，超過50年的研究已經調查了為競爭做準備(例如，預運動加油)、在競爭中提升表現(例如，液體攝入和碳水化合

物攝入)和從競爭中恢復(例如，碳水化合物和蛋白質攝入促進肌肉恢復)的策略。此外，許多研究者已經研究了那些通過調節疲勞的中樞或外周方面來改善運動表現和/或疲勞的誘發因素。綜上所述，很明顯，那些注重大量營養攝入的競爭營養策略和旨在提高能量利用率和延緩疲勞生化決定因素的人體工程學輔助手段，現在在很大程度上是基于可靠的科學證據。

然而，在過去十年的研究中，積累的數據已經證明了宏量和微量營養素在調節運動誘導的細胞信號通路中的重要作用，這些通路被認為是調節骨骼肌對運動訓練的適應性。因此，研究者和實踐者現在都開始將“競爭營養”和“訓練營養”視為兩個獨立的實體，前者具有明顯的績效焦點，而后者具有適應性焦點。例如，在耐力運動的情況下，新出現的數據表明，故意減少碳水化合物的可利用性(以及潛在的高脂肪可利用性)可以增強那些對耐力表現至關重要的適應性，包括線粒體生物發生、增加的脂質氧化和增加的抗疲勞性。類似地，許多新化合物也正在出現(盡管來自嚙齒動物研究)，它們也能調節耐力訓練適應所固有的信號通路。在抗阻運動的情況下，現在眾所周知，通過提供激活和促進肌肉蛋白質合成的必需氨基酸，增加的膳食蛋白質是促進肌肉生長的必要營養物。

在這篇文章中，我們回顧了當前運動營養的發展，提供了一個敘事，同時討論了傳統的和新的策略，以提高運動表現和訓練適應能力。我們首先概述骨骼肌對耐力和抗阻訓練適應的分子調控，并在適當的時候討論碳水化合物、脂肪和蛋白質在調節表現和訓練適應中的作用。然后，我們繼續回顧我們關于能促進表現的循證補充劑的最新想法。最后，我們概述了各種潛在的新化合物，它們也可以調節訓練適應性。

2. 營養和基因的相互作用

運動激活多種分子途徑，這些途徑已被證明有助于骨骼肌的適應性重塑[1，2]。[3，4]的許多營養傳感機制共享這些相同的途徑。營養敏感途徑和運動敏感途徑之間的這種交叉對話，開啟了這樣一種可能性，即營養供應策略不僅可以通過刺激活動來影響急性運動表現，還

可以影響經過一段時間的結構化運動訓練后的適應性反應的幅度。

在接下來的章節中，我們將討論一些營養-基因的相互作用，以及通過戰略性地提供或保留營養來開發這些相互作用的潛力，以增強適應性刺激，并最終提高鍛煉和運動成績。

012.1. 耐力訓練適應的分子調控

耐力訓練通常是肌肉通過在相對長的時間內有節奏地進行相對低強度的收縮來進行的，[5]，然而最近的研究表明，短時間高強度間歇訓練實際上可能導致對典型耐力訓練的類似適應[6]。結構化耐力訓練部分通過改變進行這項工作的骨骼肌的類型來提高抗疲勞能力[7]。在肌肉水平上，一段時間的耐力訓練可以改善血流量、線粒體含量，并提高運動中提取和利用氧氣的能力[7]。這些適應性過程由以下因素驅動。

圖1。耐力運動中骨骼肌激活的分子信號通路概述。

收縮導致激活許多細胞能量感應蛋白(AMPK、CaMKII、p38MAPK、SIRT1)的腺苷酸、鈣離子和腺苷酸的改變。這些信號蛋白聚集在轉錄輔助激活因子PGC-1α上，通過激活許多核轉錄因子(TFAM，PPARs，NRF1/2，ERRα)導致線粒體生物發生增加。運動期間碳水化合物限制和/或糖原消耗通過增加AMPK、p38和SIRT1的活性，導致線粒體生物合成的進一步增強。此外，小化合物表兒茶素、煙酰胺核糖苷(NR)和白藜蘆醇都被認為通過許多

信號通路(藍色)增強骨骼肌的耐力訓練反應。

022.2. 碳水化合物仍然是最重要的嗎？

確保足夠碳水化合物(CHO)可利用性以促進運動表現的原則是當代運動營養實踐的典型基礎。事實上，早在20世紀60年代末，隨著肌肉活檢技術引入運動生理學研究([34)，肌肉糖原作為運動能力決定因素的重要性就首次被認識到。自這一里程碑式的研究以來，在接下來的40年中進行的大量研究明確證實，在運動持續時間為460–90分鐘的情況下，高運動前肌糖原儲備(即4500毫摩爾千克體重)可以提高耐力和團隊運動成績[35]。因此，現在建議優秀運動員在比賽前的24-36小時內消耗至少6-12克/千克體重的CHO，以便為比賽日[36提供足夠的“CHO負荷”。

除了高內源性運動前肌糖原儲備外，人們普遍認為運動期間外源性CHO攝入也能改善身體、認知和技術因素的表現[37]。盡管一般認為外源性CHO氧化速率由于腸內葡萄糖轉運體的飽和而被限制在約1克/分鐘，但現在已知外源性CHO氧化速率可以隨著向CHO混合物[38中加入蔗糖或果糖而增加到1.8克/分鐘。綜合來看，目前認為運動期間的CHO攝入可能因此通過多種機制增強運動表現，這些機制包括肌肉糖原保留[39]，肝糖原保留[40]和維持血漿葡萄糖和CHO氧化速率[41]。然而，值得注意的是，當運動持續時間為60分鐘時，運動期間的外源性CHO攝入也改善了表現[42]，當葡萄糖在運動期間直接輸注到血流中時，這種效果不明顯[43]。這些數據表明，通過非代謝效應，但通過對中樞神經系統的直接影響，CHO攝入也可以改善運動表現[44]。為此，過去十年的研究產生了越來越多的文獻，證明簡單地“沖洗”口腔中的CHO(在運動期間每5-10分鐘進行10秒鐘的沖洗)對[45的表現也是有功效的，這種效果獨立于甜味[46]并且在缺乏運動前CHO餐[47]和低運動前肌糖原[48]的情況下尤其明顯。

運動期間補充膽固醇的傳統方法是消耗6-8%的膽固醇飲料，盡管僅僅依靠這種方法并不允許在給定環境條件變化的情況下，根據體重

或實際液體需求的個體差異來確定靈活性。因此，許多運動員依賴于基于固體(例如能量棒)、半固體(例如凝膠)和液體(例如運動飲料)組合的CHO加燃料方法，以便共同滿足他們個性化的外源性CHO目標，通常在30-90g/h的范圍內，取決于鍛煉持續時間。盡管如此，盡管上述來源之間的外源性CHO氧化速率差異很小(盡管在液體匹配條件下)，但值得注意的是，許多運動員在試圖達到這些目標時會出現腸胃不適，這可能與市售CHO凝膠之間的滲透壓差異極大有關，以及能量棒中存在纖維、脂肪和蛋白質。因此，現在建議運動員在與比賽類似強度和持續時間的訓練期間，清楚地練習他們在比賽中加油的方法。

盡管CHO競爭指導原則現在已被普遍接受，但對于在中等和強化訓練期間內源性和外源性CHO可用性的最佳目標仍存在相當大的爭議。事實上，盡管內源性[55]和外源性[56] CHO利用率低無疑會削弱訓練強度，但積累的數據現已表明，碳水化合物利用率降低在調節細胞信號和基因表達反應的急性運動誘導的增加中具有潛在作用，這些細胞信號和基因表達反應調節耐力訓練適應性[57，58]。在這方面，我們和其他人已經共同觀察到，在短期(例如3-10周)耐力訓練中減少內源性和/或外源性CHO的可利用性增加了線粒體酶活性和蛋白質含量[55，59，60]增加了全身[55]和肌內脂質氧化[61]，并且在某些情況下，提高了運動能力[62，63]。因此，這些數據導致了創新的“低訓練(或智能)、高比賽”模型，該模型認為運動員故意完成其訓練計劃的一部分，但CHO可用性降低，以增強訓練適應性，但在比賽之前和比賽期間始終確保高CHO可用性，以試圖促進最佳表現[64]。用低訓練策略觀察到的增強訓練反應目前被認為是通過增強上游細胞信號激酶的激活來調節的，包括AMPK·[23]和P38馬普克·[65]最終集中在關鍵的下游調節上轉錄因子和輔激活劑，如PGC-1α [66、p53 [21]和PPARδ

[24](圖1)。以這種方式，低CHO可用性的訓練因此導致核基因組和線粒體基因組的協同上調。

盡管低訓練方式有理論依據，但長期低CHO訓練的潛在陷阱包括免疫功能紊亂[67]訓練強度受損[55]，在比賽中氧化外源性CHO的能力降低[68]和肌肉蛋白質氧化增加[69]。因此，如何在不增加上述適應

不良反應風險的情況下，最好地將低強度訓練納入精英運動員的訓練計劃，仍然存在許多挑戰。目前，檢查低運動量訓練策略有效性的研究主要采用了禁食訓練方案([60)，僅含蛋白質的訓練方案([70)，每天訓練兩次的模式([62)，在運動后減少膽固醇攝入([71)，以及最近的睡眠和訓練方案(即低運動量睡眠模式)，在第二天早晨，膽固醇攝入減少([21，72)。最終，目前最簡單的建議可能是采用“為所需工作加油”的實用概念，即完成預定的訓練工作量，該工作量可以在減少肌糖原的情況下輕松完成，而無需外源性CHO喂養，這可能是實施日常營養鍛煉周期化方案的一種戰略方法。或者，當培訓課程的目標是盡可能完成最高的工作量時，則應在特定培訓課程之前和期間的24小時內提供足夠的CHO。盡管對支持與訓練相關的增強訓練適應性以及最佳實際應用模型的精確分子機制有許多未回答的問題，但現在很明顯，我們不能再認為CHO是一種簡單的燃料來源，消耗導致疲勞。相反，我們現在必須在其已知功能中增加“訓練監管者”一詞。

032.3. 適應高脂肪飲食和運動表現

耐力運動員通過脂肪氧化來提高運動能力，以適應訓練。然而，對于能夠進一步上調脂肪作為運動基質的貢獻的策略，已經有了循環途徑；特別是長期食用低碳水化合物、高脂肪(LCHF)的飲食。模型包括中度(20%能量)到極度(50克/天)碳水化合物限制，脂肪分別增加到65%或80%能量[73]。這種療法不應與其他流行的高蛋白、低膽固醇飲食(如古飲食)相混淆，它通過增強對相對較大的身體脂肪儲備的鍛煉利用以及對高水平循環酮的慢性適應(“酮適應”)[74的其他影響，聲稱對運動表現有益。

對LCHF運動表現的最初興趣源于1983年的一項研究，該研究測量了5名訓練有素的自行車運動員在服用生酮LCHF飲食[75前后的運動能力。盡管有利于耐力的條件(額外的4周訓練、夜間禁食和僅在騎自行車時喝水、非常中等強度的60%最大攝氧量)，與高碳水化合物飲食完成的基線值相比，疲勞時間沒有顯著改善。此外，一名受試者耐力的大幅提高也扭曲了研究結果，作者還指出，中等強度下脂肪利用

率的提高和碳水化合物的減少是“可進行的運動強度的限制”和“最大攝氧量附近功能的抑制”[75]。

在1995年至2005年期間，來自多個實驗室的研究人員檢查了非生酮LCHF飲食對運動/運動表現的影響[73]。結果證實，盡管脂肪利用能力發生了顯著變化，但缺乏對表現的明確影響，但確定了一些情況，例如在肌肉糖原儲備耗盡的情況下進行的次最大運動，在這些情況下可能會觀察到一些益處。運動期間底物利用的變化僅發生在暴露于LCHF的5天內，這一事實為進一步的一系列研究鋪平了道路，在這些研究中，運動員首先進行這種“脂肪適應”，然后在運動前和運動期間恢復碳水化合物的可用性，目的是通過脂肪和碳水化合物途徑的優化貢獻來提高成績([73)。這里應該注意的是，運動期間呼吸交換率測量值的變化(通常用于標記底物利用的變化)可以反映底物的普遍可用性，而不是肌肉的真正適應性。然而，幾項研究證實，接觸LCHF飲食實現了脂肪利用調節因子的有力改變；變化包括肌肉甘油三酯儲備增加，激素敏感脂肪酶[HSL]的活性增加，該脂肪酶動員肌肉和脂肪組織中的甘油三酯，以及關鍵脂肪轉運分子如脂肪酸轉位酶[FAT-CD36]和肉堿棕櫚酰轉移酶(CPT) [76]的增加。此外，面對豐富的碳水化合物供應，運動期間脂肪利用的增加持續存在。然而，同樣，這些研究未能發現普遍表現益處的證據，但揭示了解釋肌肉代謝變化的機制，以及脂肪適應可能有用/良性和脂肪適應實際上會損害運動表現的情況的信息[73]。

一項具有里程碑意義的研究調查了脂肪適應和碳水化合物恢復對運動表現的現實生活模擬的影響，該模擬包括完成100公里的循環時間試驗，在此期間要求受試者以490%峰值功率輸出的強度完成“沖刺”([77)。盡管在對照試驗中，總的結果是3分鐘的(無顯著)益處，但驚人的結果是觀察到騎車人在較高強度下的運動能力受到脂肪適應策略的損害。大約在同一時間完成的一項獨立研究為所有先前文獻提供了統一的機制解釋:長期攝入LCHF飲食通過減少糖原分解和減少丙酮酸脫氫酶(PDHa)的活性形式來下調碳水化合物進入檸檬酸循環的途徑，在運動過程中損害而不是保留糖原的利用，[78]。這一發現引發了這

樣一種觀點，即LCHF在培養競技運動員方面沒有什么作用，因為這可能會削弱他們進行高強度運動的能力，而高強度運動是大多數傳統體育項目取得成功的先決條件[79]。

最近出現了對生酮版本的LCHF的新的狂熱的興趣，這得到了對健康和運動表現的理論主張的同行審查的總結的支持，但主要是由社交媒體現象推動的。雖然這值得進一步研究，但在沒有新數據的情況下很難得出不同的結論。然而，人們已經注意到，圍繞這一主題的進一步挫折是LCHF運動[73的支持者對當前運動營養指南的無情曲解。當代運動營養學家的指導方針和實踐并沒有提倡“所有運動員的高碳水化合物飲食”，而是背離了這樣一個普遍的信息。相反，他們提倡個性化和分階段的方法，以避免碳水化合物本身的不必要和過量攝入，通過修改富含碳水化合物的食物和飲料的時間、數量和類型來優化訓練結果，以平衡低碳水化合物和高碳水化合物的可獲得性，并采用實踐良好的競爭策略，根據活動提供的需求和機會以及個人經歷提供適當的碳水化合物可獲得性([73][，見第2.2節)。需要進一步的研究來繼續發展這些模型，包括對LCHF飲食可能有益或至少對運動表現無害的情況進行檢查。

042.4. 抗阻訓練適應的分子調控

阻力訓練通常被定義為肌肉在相對短的時間內對外部阻力進行相對高強度的收縮[5]。阻力練習通常是利用重量來進行的，并且幾乎在所有運動中都被用作輔助手段，有些運動如奧林匹克舉重或輔助力量舉重在訓練中與運動中的舉重相同或不同。在橄欖球等其他運動中，舉重被用來增加/保持運動員的功能性體重，提高運動專項的力量，這一點至關重要。一個結構合理的抗阻訓練計劃將部分通過肌肉質量的改善來提高力量[80]。一個人的力量是很大的，但不完全取決于肌肉質量[81，82]。抗阻運動通過增加肌肉蛋白質的重塑和通過使骨骼肌蛋白質合成機制對隨后的膳食敏感來增加肌肉量[83]。如同耐力運動一樣，營養在增強來自抗阻運動的適應性刺激方面可以發揮重要作用[84]。盡管耐力運動適應被認為主要由轉錄反應，肌肉生長對抗阻運

動的適應主要由翻譯的變化驅動，特別是由增加的信使核糖核酸活性(每單位信使核糖核酸產生的蛋白質)[85–87]。雷帕霉素復合物1的多蛋白復合物機制靶標(mTORC1)是蛋白質合成的關鍵控制因子，通過增加蛋白質翻譯起始[88(圖2)來控制其對mRNA活性的影響。

圖2。抗阻運動中骨骼肌激活的分子信號通路概述。

抗阻運動通過3個不同的過程增加骨骼肌中的蛋白質合成，這3個過程集中在蛋白激酶mTOR上。胰島素/胰島素樣生長因子1被認為通過堿性磷酸酶介導的TSC1/ 2和PRAS40的磷酸化來激活mTOR。同時，骨骼肌的機械負荷通過磷脂酸的產生以及未知的機制激活mTOR。最后，mTOR通過氨基酸途徑被激活，通過激活VPS34、MAP4K3和Rag A-D蛋白。小化合物HMB、帕羅西汀和熊果酸(UA)都被認為通過多種信號途徑(藍色)增強骨骼肌的抗阻訓練反應。

對肌肉中增加肌肉蛋白質合成的負荷作出反應的機械敏感途徑與對細胞內氨基酸濃度和胰島素在毫微管相關蛋白1 [88增加作出反應的途徑相一致(圖2)。mTORC1被明確定義為對嚙齒類動物負荷誘導的肌肉生長至關重要，[89]以及刺激誘導的人類肌肉蛋白質合成的增加，[90，91]。用氨基酸[90]和抗性運動[91]增加蛋白質合成需要激活

mTORC1。當mTORC1活性[89]或其下游目標p70S6K1 [92，93]的活性受損時，肌肉塊受到沖擊。因此，合理的假設是，肌肉蛋白質合成的增加可以通過增強肌動蛋白受體1的激活來增強。這可以通過多種方式在營養上實現，(1)用高質量的蛋白質或必需氨基酸，(2)用碳水化合物驅動胰島素的增加。

mTORC1的催化組分mTOR對其底物的活性高度依賴于mTOR絡合物的形成。這種復合物由許多不同的蛋白質組成，mTOR，GbetaL，raptor，GTP結合的Rheb，此外還有一種與溶酶體膜明顯必需的聯系[94]。此外，mTORC1有許多阻遏物，必須將其從復合體中分離出來才能使其變得活躍，如PRAS40和DEPTOR [94]。最后，氨基酸敏感的脂質激酶hVPS34也在mTORC1激活[95]中起關鍵作用，正如MAPK家族成員MAP4K3 [96一樣(圖2)。基于細胞的研究表明，這種氨基酸傳感系統非常敏感，細胞內亮氨酸增加7%，導致mTORC1 [97最大激活50%。此外，僅需要最大mTORC1活性的一部分(30%)來完全飽和肌肉蛋白質合成[98，99]。mTORC1對氨基酸的感知似乎也不是由細胞外的驅動，而是由細胞內的氨基酸濃度驅動的[100]。發生這種情況的可能性非常復雜，還沒有完全確定。然而，一些關鍵事件似乎與一些全球陸地運輸系統的GTP裝載狀態有關。通過一種未知的機制，RagGTPas活性(RagA/B和RagC/D)對細胞內氨基酸含量敏感[101]。當氨基酸高于某一閾值時，這些碎布以正確的GTP加載狀態二聚化，以允許mTORC1復合物組裝[101]。正如我們提到的，氨基酸誘導的mTORC1的活化不同于mTORC1的機械活化，mtorc 1的機械活化仍未完全確定，但被認為依賴于源自二酰基甘油ki-na (DGK) [102的第二信使磷脂酸(PA)。因為機械敏感途徑和氨基酸傳感途徑是不同的，在抗阻運動后消耗必需氨基酸顯著激活了僅在抗阻運動后的mTORC1[103]。

幾十年來，我們已經知道，在非常接近抗阻運動的情況下攝入必需氨基酸可以增強骨骼肌中的蛋白質合成反應，[104]現在我們知道，在禁食的[105]或喂食的[106]狀態下，20克高質量的蛋白質足以飽和年輕男性在抗阻運動后的蛋白質合成反應。此外，在抗阻訓練過程中

補充蛋白質被充分證明能增加瘦體重/肌肉增益[84]。

蛋白質攝入誘導肌肉蛋白質合成增加的關鍵觸發因素似乎是消化蛋白質[107]的亮氨酸含量以及可能的亮氨酸代謝物β-羥基β-甲基丁酸(HMB) [108]。當消耗[108]時，兩者都激活人體骨骼肌中的mTORC1。因此，似乎氨基酸和抗阻運動通過增加mTORC1活性的雙重效應增強了肌肉蛋白質合成(圖2)。

然而，并不是所有激活mTORC1的刺激都能改善蛋白質合成。正如我們前面提到的，碳水化合物驅動的胰島素增加可能會增加mTORC1的活性。然而，當胰島素輸注到超生理水平時，肌動蛋白受體1被有效激活，而肌肉蛋白質合成沒有伴隨增加[99]。因此，盡管數據清楚地表明負荷誘導的生長[89]，抗阻運動[91]和攝食誘導的蛋白質合成增加[90]需要mTORC1，但仍非常不清楚將mTORC1控制在什么生理上發生的水平之上是否會導致肌肉生長增強。

052.5. 蛋白質營養的新領域

運動營養領域的一個關鍵問題一直是，“我需要多少蛋白質來最大化肌肉生長？”幾項蛋白質劑量反應研究表明，20克高質量蛋白質(蛋清蛋白或乳清蛋白)和少量肌肉量(單側或雙側腿部訓練)的后續抗阻運動足以最大限度地刺激訓練腿部的肌肉蛋白質合成([105，106)。這些研究對優化運動后的營養大有幫助。然而，沒有研究評估增加肌肉量是否有效，或者個體的大小是否在運動后的蛋白質需求中起任何作用。然而，最近斯圖·菲利普斯實驗室的工作回顧性地分析了一系列關于肌肉蛋白質合成的研究，試圖確定最大速率是否取決于體重。這一回顧性分析表明，健康青年男性鍛煉后蛋白質的最佳劑量最好以克/千克為基礎進行量化，甚至以克/千克瘦體重為基礎進行量化，0.25克/千克體重和0.25克/千克瘦體重似乎能得出最大肌肉蛋白質合成率[109]。

除了食用高質量蛋白質對肌肉質量和運動恢復的好處之外，富含高質量蛋白質的食物也往往富含其他營養成分[110]。這些其他營養物質可能具有超出[110蛋白質含量的益處。尤其是乳制品中的蛋白質來

源，由于高鈣含量一直受到稱贊，因此[111]。此外，許多研究強調了牛奶蛋白，尤其是乳清蛋白，相對于植物蛋白在刺激肌肉蛋白合成方面的優勢，[112]。這被認為是由于乳清中亮氨酸含量較高。然而，一個已經被高度推測但還未被充分探索的領域是從攝入的蛋白質中消化的肽具有有益的生物活性的可能性[113]。尤其是基于牛奶的蛋白質可以通過胃腸肽酶被消化成含有色氨酸的肽，在基于細胞和生物化學的分析中，這些肽可以具有生物活性，這可以從血壓控制到飽腹感等方面積極地影響人體生理機能[114]。最后，含蛋白質的食物也含有脂肪，脂肪部分在調節對蛋白質的進食反應中的作用還沒有被充分研究。例如，抗阻運動后飲用全脂牛奶可能比無脂牛奶[115更能有效地刺激氨基酸進入骨骼肌。這些要點表明，在蛋白質營養領域，仍有許多工作要做，以優化蛋白質的來源和數量，支持人類健康和表現。

3. 傳統運動補充品——2015年仍然有效的補充品

表1根據作者對現有出版文獻的解釋，將一些最常見的補充劑歸納為：

綠色——具有有力的證據證明其表現效果

琥珀色——新出現的證據真證明其中度效果

紅色——缺乏證據、高污染風險和/或目前被WADA禁止。

盡管補品仍然是優秀運動員日常生活中不可或缺的一部分，但隨著許多運動員現在采用“食物第一”的方法，補品的優先級也在不斷

變化。考慮到添加劑污染的風險和藥物試驗失敗的可能性，[118]現在通常只有在有明確的使用理由和可獲得獨立藥物試驗產品的情況下才給予添加劑。涵蓋所有補充劑超出了本綜述的范圍，因此最受歡迎的補充劑根據支持其益處的證據水平進行分類，并總結在表1中。補充劑被分為那些聲稱能提高耐力、力量/維度適應性或增進健康的補充劑。然而，在咖啡因、肌酸、硝酸鹽、β-丙氨酸、抗氧化劑和維生素D的有效性背后有相當多的證據，因此這些被給予了特別的考慮。013.1.

咖啡因

三甲基黃嘌呤是一種天然存在于植物食物中的化合物，在許多國家中已經使用了許多世紀，以促進健康和工作能力。今天，大約90%

的成年人經常食用常見的食物來源，如咖啡、茶、可樂或能量飲料，這是社會、文化和生活方式改善的綜合原因[。與此同時，運動員有500多種經同行評審的出版物和完整的教科書[19]來指導他們更具體地使用含咖啡因的運動產品和功能性食品(包括口香糖、凝膠、糖果和飲料)來實現運動目標[120]。咖啡因作為腺苷受體拮抗劑和肌肉收縮性調節劑的許多藥理和生理作用中，最相關的是與[運動相關的對努力、疲勞或疼痛的感知降低120]。關于咖啡因和運動表現的知識和實踐的最新變化包括重新認識到益處適用于大范圍的運動(1-60分鐘的高強度運動、耐力/超耐力運動和間歇運動的團隊/網球/格斗運動)[121)。咖啡因也可以提高訓練效果，尤其是在讓運動員在讓[122疲勞的關鍵時段進行更努力的訓練時(例如，在第2.2節討論的低碳水化合物狀態下訓練時)。[119，121]根據實際考慮和運動員的經驗，在比賽前和比賽過程中，可使用一系列涉及小劑量至中等劑量咖啡因(3毫克/千克)的方案。在2004年從世界反興奮劑機構的禁止名單中刪除后，咖啡因可以被認為是安全、有效和合法的，只要按照既定的和實踐的方案使用。運動員應該避免冒險和不必要的行為，例如服用不必要的高劑量和/或混合咖啡因和其他興奮劑。此外，咖啡因代謝個體差異的遺傳和其他來源的不斷演變的確認為眾所周知的觀察提供了支持，即一些運動員對咖啡因反應遲鈍或遭受副作用

023.2. Creatine肌酸

是一種氨基酸衍生的代謝物，主要存在于骨骼肌中，來源于內源性合成和飲食攝入(肉類)。自1992年第一份關于肌酸補充的科學出版物與巴塞羅那奧運會成功運動員使用肌酸的證明相一致以來，肌酸銷售和科學都有所增長。通過口服肌酸補充，肌肉肌酸儲備增加20%至閾值水平，要么通過負荷方案(5天20克/天分次劑量)要么通過更長時間(4周)維持劑量(3克/天)[125]。盡管有外來肌酸化合物的市場，肌酸——水合物仍然是補充肌酸的有效形式，肌肉攝取通過其與碳水化合物[125]的共消化而得到優化。通過增加肌肉磷酸肌酸儲備，肌酸補充可以在短暫的高強度運動循環中促進三磷酸腺苷的快速再生，特別是

當它們以短的恢復間隔重復時。這可以極大地提高涉及這種工作模式的運動成績(如團隊運動)，并長期提高運動員進行這種性質訓練的能力(如耐力或間歇訓練)[125]。盡管肌酸負荷與涉及增加肌肉質量、力量與力量或間歇活動的運動最相關，但對細胞滲透壓(例如基因表達和糖原儲存的增加)的其他未充分探索的作用可能將其價值擴展到其他運動或鍛煉情況([126)。補充肌酸可能對老年人口有重要的臨床作用和益處[127]。盡管在安全性方面有所宣傳，但是對已確立的肌酸補充方案的仔細研究并沒有發現增加健康風險的證據，并且報告了與運動[相關的肌肉損傷或體溫調節受損的發病率降低而不是增加。

033.3. Beetroot juice甜菜根汁

(BJ)已成為運動員循證補充劑寶庫中的新成員，商業制劑為不允許使用硝酸鈉的國家提供了安全、經濟和可靠的無機硝酸鹽來源[129]。急性(運動前2.5小時)和慢性(6天)攝入8毫摩爾膳食硝酸鹽均可增加血漿亞硝酸鹽濃度，并增加硝酸鹽-亞硝酸鹽-一氧化氮途徑產生一氧化氮的能力。除了臨床人群的健康和益處之外，增強的一氧化氮利用能力似乎是通過包括增加氧經濟性和直接影響肌肉收縮力在內的機制來提高運動能力的原因[130]。然而，目前還不清楚這種情況對運動表現的益處，特別是在精英運動員中，他們似乎對硝酸鹽補充方案反應較慢，[131，132]。這一觀察結果的原因包括:高強度訓練的個體在飲食中攝入更多的硝酸鹽和/或產生更多的精氨酸衍生的一氧化氮，以及肌肉中更好的遺傳和訓練支持特征，這些特征增強了氧氣輸送和緩沖代謝性酸中毒，從而減少了硝酸鹽-亞硝酸鹽-一氧化氮途徑可能是重要的[130]的情況。然而，似乎有很好的證據表明，硝酸鹽/BJ補充劑可以提高中等水平運動員和精英運動員群體中的個人的運動成績([130)，重點是適當的補充方案和運動或情景，其依賴于低氧化性的第二型肌肉纖維的補

充，以及缺氧或酸中毒的局部或環境條件(例如，在高海拔地區的運動、涉及高強度運動或涉及小肌肉塊的運動)[131，132)。

043.4. Sodium bicarbonate碳酸氫鈉

無氧糖酵解需要高能量產生率的運動表現經常受到肌肉中氫離子過度積累的限制。這包括持續1-7分鐘的持續高強度活動，也包括重復短跑(如團隊運動)或更長時間(30-60分鐘)的持續努力低于“乳酸閾值”，在這種情況下速度氫離子會激增。增強細胞內和/或細胞外緩沖能力的補充劑可以通過控制細胞內酸中毒的逐漸增加而有益于這些運動。

細胞外陰離子碳酸氫鹽在很大程度上控制細胞內外環境之間的酸堿度和電解質濃度。急性攝入膳食碳酸氫鹽，如果它實現了血液碳酸氫鹽濃度和增強平衡體內酸堿度(盡管是暫時的)，可以增強來自工作肌肉細胞外的血液的酸堿平衡。典型的方案包括在目標鍛煉前1-2小時攝入300毫克/千克體重的碳酸氫鹽。碳酸氫鈉是一種廉價且廣泛使用的家用產品，但替代形式包括用于緩解尿路感染不適的藥用尿堿化劑。

對碳酸氫鹽補充劑和運動表現的長期歷史進行的綜合薈萃分析發現，在典型的方案下，男性運動員單次1分鐘短跑的成績有中度(1.7±2.0%，90%置信區間)提高。在較大劑量(或0.1毫克/千克)或五次額外沖刺時，這一數值增加了0.5% (70.5%)，在測試持續時間(如1-10分鐘)或女性每增加10倍時，這一數值減少了相似的數量級。在使用碳酸氫鹽時，經常會出現胃腸功能紊亂，但可以通過分次服用該劑量并攝入少量膳食/零食來控制。

053.5. Beta-alanineβ-丙氨酸

最近，肌肉中二肽肌肽的濃度被證明對β-丙氨酸的補充有反應，β-丙氨酸是肌肽合成的限速前體。最佳負荷方案未知，但攝入3-6克/天，持續4-12周，可使細胞內緩沖液增加50-85%。迄今為止，還沒

有發現肌肽濃度的閾值，但是每天攝入1.2克肌肽似乎可以維持肌肉肌肽的升高，恢復到基線可能需要6-20周的補充劑攝入。膳食β-丙氨酸包括高度厭氧動物的肉(如家禽的胸脯肉)或生活在缺氧環境中的動物的肉(如鯨魚)。劑量為4800毫克的純化b-丙氨酸補充劑與感覺異常(皮膚刺痛)癥狀有關，但這種有時令人不快的副作用可以通過使用緩釋片劑或在一天內分散劑量來控制。從理論上講，這種長期使用的補充劑可以提高一場比賽的成績，但也支持訓練過程。事實上，對累積文獻的回顧表明，β-丙氨酸補充劑對高強度運動的益處以及與碳酸氫鹽補充劑結合時的潛在疊加效應得到了一些支持。然而，還需要進一步的工作來確定具體的應用，包括有針對性的體育賽事，對精英運動員和娛樂運動員的益處，以及其他肌肉肌肽作用(如鈣處理)是否也是的原因。

063.6. Vitamin D維生素D

在過去的十年里，人們對維生素D的興趣激增。這種興趣增加的原因部分是由于衰弱性骨病佝僂病的出現，但也由于對這種“促激素”的許多生物學作用的更好理解。現在已知人體內的許多組織表達維生素D受體，這表明維生素D(或更具特異性活性的維生素D代謝物)起著基本的生理作用，而這種作用以前在一定程度上被忽略了。現在很明顯，先天和后天免疫功能、心血管健康甚至肌肉生長和修復都可能受維生素D的調節。這一新興知識，加上大量研究表明許多運動員缺乏維生素D，這主要是由于避光的生活方式和維生素D的不良膳食來源，甚至那些生活在陽光充足的氣候下的已使維生素D成為運動營養中補充最廣泛的維生素之一。

必須強調的是，直接的證據表明維生素D在運動人群中有提高運動成績的作用，這充其量只是模棱兩可的。雖然一些研究顯示肌肉功能的標記有所改善，但大多數研究未能顯示出任何有意義的效果。也許差異的主要原因在于基線維生素D濃度。維生素D缺乏癥的分類很復雜，并且存在重大爭議。目前，美國醫學研究所稱450毫摩爾/升是足夠的，盡管許多領先的研究人員嚴重質疑這是過于保守的。在我們的實驗室中，我們報告了當濃度低于30毫摩爾/升時對肌肉功能的有

害影響如果起始濃度約為50毫摩爾/升，維生素D補充劑沒有增強性能的作用。就補充劑量而言，EFSA最近聲明，4000IU是應使用的最大劑量，我們也證明這是糾正缺乏的有效劑量。

我們的小組最近的工作還表明，維生素D缺乏可能會損害肌肉再生，更重要的是，即使維生素D濃度在50 nmol/L左右，這種影響也可能發生。很明顯，需要對維生素D和運動表現進行大量研究，未來的研究可能會評估不同的生物功能是否需要不同的維生素D濃度。也許目前最好的建議是檢查運動員，以確保發現并糾正缺陷，盡管我們要補充一句警告，我們小組的新工作開始表明，在非缺陷個體中，高劑量補充可能會對維生素D內分泌系統的功能產生負面影響。

073.7. Antioxidants抗氧化劑

現已充分認識到，運動誘導的骨骼肌同質性分裂通過重復激活(圖1)來調節運動適應。這一點最好的例證是，用營養抗氧化劑減少活性氧(ROS)的產生，減弱運動誘導的氧化還原信號，從而減弱運動適應。因此，在過去的十年里，研究的焦點已經從把運動誘導的活性氧的產生視為在任何時候都是有害的，而把營養的重點放在防止活性氧產生的任何增加上，轉移到現在把這一代視為骨骼肌適應的一個重要信號過程，。在運動和鍛煉領域，當涉及到運動誘導的活性氧生成時，仍然存在大量的困惑，因此，經常向運動人群提供的建議充其量是被誤導的，最糟糕的是，對表現甚至長期健康有害。混淆通常源于三個重要問題:

?

1. 不恰當的方法技巧。活性氧是易降解的物種，天生難以直接測量。不幸的是，體育科學文獻中的許多分析僅僅是用來制造混亂，因為它們根本不適合解釋一種具有抗氧化活性的化合物實際上是否作為抗氧化劑。例如，絕大多數運動科學研究已經使用了“總抗氧化狀態”的血液標記物，這是一種不合適的測定體內抗氧化狀態的方法，或“TBARS”，一種所謂的脂質過氧化的標記物，它是通過幾種非氧化還原調節的方式產生的，并且易于產生方法上的假象，以至于不再推薦用于母體學科。因此，當非特定抗氧化劑影響或不影響某些非特定

血液攜帶的標志物時，得出相反的結論就不足為奇了。要真正推進這一研究領域，運動科學需要與氧化還原生物學家合作，并結合兩組科學家的技能。

?

2. 抗氧化劑是異質的它們以不同的方式工作，重要的是它們不僅僅調節活性氧。這一點很重要，因為僅僅因為一個人在使用抗氧化劑，并不是說它是一種抗氧化劑，這對于營養抗氧化劑來說尤其重要。為了消除混淆，我們建議不要將一種抗氧化劑或其組合的結果自動外推成其他抗氧化劑，。

?

3. 環境:也許最重要的是，當制定重新推薦時，環境就是一切。舉例來說，NAC鈍化訓練適應，但提高運動表現。因此，當適應不重要時(例如，競技比賽)，短期補充NAC可能是有益的，盡管應強調有效劑量可能導致胃腸不適[。目前，最好將運動視為兩種截然不同的結果，一種是訓練適應性，另一種是運動表現，并根據所需刺激的確切背景判斷是否需要補充。也有可能在運動后補充一些多酚類化合物，如（ tart cherry juice ）酸櫻桃汁來減輕肌肉酸痛，盡管這是否是通過直接的清除作用仍不清楚(參見上文第2點和參考[148)，需要補充以滿足清除作用的標準。

我們建議做更多的工作來解釋營養抗氧化劑是否真的以抗氧化的方式起作用，目前對運動員的補充應該謹慎進行。最后一點要注意的是，到目前為止，還沒有數據表明吃高質量的水果和蔬菜會減弱對鍛煉的適應能力，所以最好建議運動員食用高質量的食物，避免大劑量的微量營養素補充，真的可能就是這么簡單的[164]。

4. 新化合物

014.1. 支持耐力訓練適應

4.1.1. 表兒茶素

據報道，食用黑巧克力對人體有多種健康益處，[165]。黑巧克力

的活性成分是可可衍生的表兒茶素，它似乎能誘導新陳代謝。Nogueira等人([166)首次報道，與活動匹配的對照組相比，第5天(表兒茶素補充劑)增加了小鼠的骨骼肌抗疲勞性、線粒體體積和血管生成。重要的是，(1)-表兒茶素補充劑在重塑骨骼肌方面不如耐力運動那么有效，但是(2)-表兒茶素補充劑與運動訓練相結合有協同作用。因此，這些結果表明，補充(3)表兒茶素可能是增強骨骼肌對耐力訓練適應性的營養途徑(圖1)。古鐵雷斯-薩勒曼和他的同事[167]最近首次將這些嚙齒動物研究轉化為人類研究，他們研究了補充表兒茶素對正常和超重成人餐后脂肪代謝的影響。補充表兒茶素(1毫克/千克)后，參與者的RER值降低，表明脂質氧化增加。此外，在補充后觀察到較低的血漿葡萄糖濃度。從現有的數據來看，可可衍生的-表兒茶素似乎是一種有希望的麥角生成助劑，用于增加線粒體生物生成和脂質氧化。然而，目前尚不清楚補充表兒茶素是否能促進線粒體生物合成并增強人類骨骼肌的耐力訓練適應性。

4.1.2. 煙酰胺核糖苷 (NR)

維生素B3(煙酸)是一種天然物質，存在于肉類、家禽、家禽、雞蛋和綠色蔬菜中[168]。煙酸是煙酸(NA)和煙酰胺(NAM)的組合，而煙酰胺核糖苷(NR)是煙酸的吡啶核苷形式，除了鎳鈷胺[168]之外，還含有相關的核糖鍵。硝酸還原酶最近引起了人們的關注，因為它是通過鎳鈷胺核苷激酶1/2 (NRK1/2)途徑[169在骨骼肌中合成NAD 的直接前體。作為骨骼肌中的飲食來源的NAD供體，NR被認為通過nad/sirt 1/PGC-1α信號級聯[170影響骨骼肌線粒體功能(圖1)。

最近，Canto等人，[171]表明在C2C12肌管中補充天然NR增加了NADt含量，而給小鼠喂食NR(400毫克/千克/天)在補充1周后導致骨骼肌NADt適度增加(5%)。作者提出，NR補充劑的代謝作用是通過受體1介導的，因為C2C12肌管對NR補充劑的適應性反應在受體1 siRNA介導的敲除后喪失。有趣的是，補充NR保護小鼠免受8周高脂肪喂養的有害影響，主要是通過增加能量消耗和降低膽固醇水平。在代謝適應的同時，補充NR的小鼠的耐力也增加了25%，同時

線粒體與核DNA比率(線粒體質量的標志)增加，線粒體蛋白質含量增加。因此，補充NR似乎能夠改變骨骼肌NADt的含量，進而通過SIRT1依賴性過程增加骨骼肌線粒體的生物合成(圖1)。迄今為止，還沒有研究檢查補充NR對人類骨骼肌線粒體適應性的影響。

4.1.3. Resveratrol白藜蘆醇

白藜蘆醇是一種芪類多酚，屬于苯丙素家族，常見于紅酒[172中。作為典型的SIRT1激活劑，許多報告已經確定白藜蘆醇是骨骼肌中線粒體生物合成的有效激活劑(圖1)，此外還保護骨骼肌免受小鼠高脂肪喂養的有害影響([173)。此外，白藜蘆醇已被證明促進脂肪氧化和提高小鼠的耐力表現[174]。對肥胖男性志愿者的轉化研究表明，30天的白藜蘆醇補充(150毫克/天)可以降低肝內脂質含量、循環葡萄糖、甘油三酯、丙氨酸氨基轉移酶和炎癥標記物，此外還能改善對胰島素敏感性的估計[175]。與此同時，補充白藜蘆醇增加了骨骼肌檸檬酸合成酶活性，而線粒體含量沒有變化，并改善了肌肉線粒體呼吸，以響應脂肪酸降解底物[175]。因此，越來越多的人支持白藜蘆醇可能是重塑人類骨骼肌的有益方法。盡管來自蒂默斯等人[175的數據令人振奮，但斯克里班斯和他的同事[176最近報道，在健康人的運動訓練中補充白藜蘆醇會導致運動累積基因表達的不適應反應[176。與這一觀察結果相一致，格列曼等[177]表明，補充白藜蘆醇與老年男性的高強度訓練相結合，不僅減弱了安慰劑組中觀察到的最大攝氧量的增加，而且消除了運動對降低血液中低密度脂蛋白、總膽固醇和甘油三酯濃度的影響。使用類似的方案，奧勒森等人[178]最近表明，白藜蘆醇補充劑也減弱了訓練誘導的蛋白質羰基化的減少老年人骨骼肌中的腫瘤壞死因子α基因。因此，研究白藜蘆醇補充的細胞、嚙齒動物和人類研究之間存在明顯的差異，目前還不清楚為什么白藜蘆醇補充劑在與健康個體的耐力運動訓練相結合時會對全身/骨骼肌的適應性產生負面影響。當然，迄今為止的人類研究表明，白藜蘆醇在體內不具有先前在細胞和嚙齒動物研究中提出的代謝益處。顯然，進一步研究運動和白藜蘆醇對人體的重疊效應是有根據的。

024.2. 支持抗阻訓練適應的新化合物

4.2.1. β-羥基β-甲基丁酸酯(HMB)

如前幾節所述，BCAA亮氨酸是骨骼肌蛋白質平衡的有效調節因子[179]。因此，對于骨骼肌中亮氨酸的代謝，以及在抵抗訓練適應的背景下最大化這種信號級聯的營養方法的設計，已經有了相當大的興趣[179]。亮氨酸的關鍵中間體之一似乎是衍生物β-羥基β-甲基丁酸酯(HMB)，它像亮氨酸一樣在骨骼肌[179中具有強有力的合成代謝特性(圖2)。HMB補充劑(3克/天)先前已被證明能在6周的抗阻訓練后增加無脂體重[180]。這種適應性反應似乎是通過預防運動誘導的蛋白水解(通過尿中3-甲基組氨酸的出現來評估)、肌肉損傷來介導的，并導致與阻力訓練相關的肌肉功能的更大增益[180]。檢查亮氨酸和HMB介導的肌纖維蛋白合成增加之間的協同作用。威爾金森等人[108]直接比較了亮氨酸和HMB的效果。有趣的是，作者證明口服HMB

(3.42克游離酸(FA-HMB)提供2.42克純HMB)在血漿和肌肉中表現出快速的生物利用度，并且與3.42克亮氨酸(Leu)相似，刺激肌肉蛋白質合成(MPSHMB 70%對Leu 110%。HMB的消費也減少了肌肉蛋白質的分解(MPB；57%)以不依賴胰島素的方式，[108]。此外，HMB補充劑以類似于Leu的方式增加了mTORC1活性(如通過mTORC1底物S6K1Thr389和4E-BP1Ser65/Thr70磷酸化評估的那樣)，然而在Leu組中mTORC1活化比HMB [108更顯著]表明與HMB相比，Leu作用的機制可能在另外的過程中起作用(圖2)。進一步的長期訓練研究顯然需要評估HMB補充劑在人體抵抗運動訓練研究中的有效性。

4.2.2. Phosphatidic acid (PA)磷脂酸

二酰基甘油磷脂，磷脂酸(PA)是合成多種脂質的前體。因此，PA在細胞代謝的調節中起著基本的作用。如前幾節所述，除了代謝作用外，在觀察到PA可以激活mTORC1并由此在體外中增加蛋白質合成

后，PA還作為骨骼肌中的關鍵信號中間體出現(圖2)。盡管在細胞和嚙齒動物模型中已經很好地建立了磷酸腺苷和肌動蛋白受體1之間的相互作用，但是磷酸腺苷激活人骨骼肌中肌動蛋白受體1的能力尚不清楚。

最近，Hoffman等人研究了口服(750毫克/天)一種商業上可獲得的PA補充劑是否能增強對為期8周的抵抗力訓練計劃的適應性。在訓練期結束后，作者報告稱，在巴勒斯坦權力機構組中，蹲力增加了12.7%，LBM增加了2.6%，相比之下，在安慰劑組中，蹲力提高了9.3%，LBM的變化為0.1%。在同一組的后續研究中，Joy等人([184)報告說，與他們之前的研究相比，[183)，在8周的抗阻訓練中補充磷酸酯(750毫克/天)導致瘦體重(2.4千克)、骨骼肌截面積(1.0厘米)和腿部壓力強度(51.9千克)與安慰劑相比顯著增加。最后，莫布里等人最近研究了聚酰胺、乳清蛋白濃縮物和聚酰胺-乳清蛋白濃縮物聯合給藥對大鼠骨骼肌急性信號反應的影響。有意思的是，在給藥后3小時內，攝入西太平洋霉素是唯一一種顯著增加多磺酸粘多糖的干預措施，而帕羅西汀實際上導致西太平洋霉素介導的多磺酸粘多糖反應降低了50%。因此，根據現有的數據，補充磷酸一銨(750毫克/天)可能會增強阻力訓練介導的質量和功能的增加(圖2)。然而，事實上，也有報道稱磷酸腺苷對的抗阻訓練沒有影響，甚至對WPC刺激的蛋白質合成有負面影響，這表明需要進一步的、控制良好的人體研究來確定磷酸腺苷補充劑在人體骨骼肌適應抗阻訓練中的作用。

4.2.3. Ursolic acid (UA)熊果酸

熊果酸(UA)是一種天然的、不溶于水的五環三萜羧酸，廣泛存在于包括迷迭香植物和圣羅勒[186在內的葉提取物中。在昆克爾等人([187)觀察到小鼠補充熊果酸(每天兩次，每次200毫克，共注射7天)可減少失神經支配后的肌肉萎縮，同時5周的補充飲食(0.27%熊果酸)可誘發肥大后，人們對熊果酸作為一種增加肌肉質量的營養輔助物的有效性產生了興趣，[187]。通過增強胰島素/IGF-1信號和減少萎縮相關基因MuRF1和MAFbx [187的表達來介導其作用(圖2)。小笠原等

人最近報道，在[188號大鼠中進行一輪抵抗運動后6小時，聯合應用增強了S6K1Thr389磷酸化，表明聯合應用也可能增強骨骼肌中的mTORC1活性。聯合用藥是否會促進人骨骼肌的肥大尚不清楚。Bang等人，[189]最近報道，在健康男性參與者中，經過8周的阻力訓練后，補充熊果酸(1350毫克/天)降低了身體脂肪百分比，增加了最大腿部力量和IGF-1激活。然而，最近的一項研究未能將Oga-sawara等人的結論([188)轉化為人類，觀察到攝入熊果酸(3000毫克)對一輪抵抗運動后的AktThr308、IGF-1Try1131、S6KThr389或mTORC1Ser2448磷酸化沒有影響([190)。因此，目前還不清楚人類補充熊果酸是否能復制先前[187報道的抗萎縮或促肥大數據。然而，鑒于熊果酸在嚙齒動物骨骼肌中的潛在作用，未來在人類中的轉化研究顯然是有根據的。

5. 總結和未來方向

很明顯，運動營養正在迅速發展，我們現在正進入一個新時代，一個可以被最好地描述為“有針對性的營養周期化”的時代。就營養和優秀運動員而言，為了最大限度地提高成績或適應能力，在訓練前的幾天和幾個小時內明確訓練的目的是至關重要的。同樣重要的是，教練和運動員要認識到，提高成績或適應能力的營養策略是完全不同的，有時并不總是相容的。越來越多的文獻表明，碳水化合物限制可能會增強線粒體的生物合成和潛在的長期適應能力，盡管它也可能會削弱特定訓練期的表現，這也許是最好的證明。這種對“有針對性的營養周期”的日益增長的需求要求運動隊與運動營養學家/營養師合作，他們對運動生物化學有著深刻的理解，以便正確實施這些策略，并且也開始強調運動隊需要雇用全職的營養支持。

盡管在運動營養方面的研究越來越多，但這篇綜述強調了仍有許多未解決的問題，這些問題必須得到解決，以進一步提高運動成績。這些問題包括但不限于(1)實施低碳水化合物訓練策略的最佳方式是什么，(2)是否存在脂肪適應可以提高成績的情況，如果是，脂肪適應需要多長時間，(3)嚙齒類動物模型中出現的新體重會轉化為人類成績嗎，

以及(4)鑒于絕大多數研究是針對非精英運動員的，有多少評論直接轉化為精英運動員？這些問題，以及其他許多問題，無疑將在未來幾年得到解決，最終幫助運動員們繼續成為“更高、更快、更強、”的健兒。

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References參考文獻

[1] K. Baar, The signaling underlying FITness, Appl. Physiol.

Nutr. Metab. 34(2009) 411–419.

[2] B. Egan, J.R. Zierath, Exerci metabolism and the

molecular regulation of skeletal muscle adaptation, Cell Metab.

17 (2013) 162–184.

[3] L.G. Weigl, Lost in translation: regulation of skeletal

muscle protein synth-esis, Curr. Opin. Pharmacol. 12 (2012) 377–382.

[4] D.G. Hardie, Sensing of energy and nutrients by AMP-activated protein ki-na, Am. J. Clin. Nutr. 93 (2011) 891S–896S.

[5] F.W. Booth, D.B. Thomason, Molecular and cellular

adaptation of muscle in respon to exerci: perspectives of

various models, Physiol. Rev. 71 (1991) 541–585.

[6] M.J. Gibala, J.P. Little, M. van Esn, G.P. Wilkin, K.A.

Burgomaster, A. Safdar,S. Raha, M.A. Tarnopolsky, Short-term

sprint interval versus traditional en-durance training: similar

initial adaptations in human skeletal muscle and exerci

performance, J. Physiol. 575 (2006) 901–911.

[7] A.M. Rivera-Brown, W.R. Frontera, Principles of exerci

physiology: re-spons to acute exerci and long-term

adaptations to training, PM&R 4 (2012) 797–804.

[8] C.G. Perry, J. Lally, G.P. Holloway, G.J. Heigenhaur, A.

Bonen, L.L. Spriet, Repeated transient mRNA bursts precede

increas in transcriptional and mitochondrial proteins during

training in human skeletal muscle, J. Physiol. 588 (2010) 4795–4810.

[9] T. Tamura, H. Shiraki, H. Nakagawa, Puri?cation and

characterization of adenylate kina isozymes from rat muscle

and liver, Biochim. Biophys. Acta 612 (1980) 56–66.

[10] R.A. Meyer, R.L. Terjung, AMP deamination and IMP

reamination in working skeletal muscle, Am. J. Physiol. 239 (1980)

C32–C38.

[11] S.K. Trigun, S.N. Singh, Changes in the modulations of

kinetics and allosteric properties of muscle phosphofructokina

of young and old rats, Arch. Ger-ontol. Geriatr. 7 (1988) 239–247.

[12] W.W. Winder, D.G. Hardie, Inactivation of acetyl-CoA

carboxyla and acti-vation of AMP-activated protein kina in

muscle during exerci, Am. J. Physiol. 270 (1996) E299–E304.

[13] G.J. Gowans, S.A. Hawley, F.A. Ross, D.G. Hardie, AMP is

a true physiological regulator of AMP-activated protein kina by

both allosteric activation and enhancing net phosphorylation,

Cell Metab. 18 (2013) 556–566.

[14] K. Sakamoto, O. Goransson, D.G. Hardie, D.R. Alessi,

Activity of LKB1 and AMPK-related kinas in skeletal muscle:

effects of contraction, phenformin, and AICAR, Am. J. Physiol.

Endocrinol. Metab. 287 (2004) E310–E317.

[15] N. Alam, E.D. Saggerson, Malonyl-CoA and the

regulation of fatty acid oxi-dation in soleus muscle, Biochem. J.

334 (Pt. 1) (1998) 233–241.

[16] C. Pehmoller, J.T. Treebak, J.B. Birk, S. Chen, C. Mackintosh,

D.G. Hardie, E.A. Richter, J.F. Wojtaszewski, Genetic disruption of

AMPK signaling abolishes both contraction- and insulin-stimulated TBC1D1 phosphorylation and 14-3-3 binding in

mou skeletal muscle, Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 297

(2009) E665–E675.

[17] K.F. Howlett, A. Mathews, A. Garnham, K. Sakamoto, The

effect of exerci and insulin on AS160 phosphorylation and 14-3-3 binding capacity in human skeletal muscle, Am. J. Physiol.

Endocrinol. Metab. 294 (2008) E401–E407.

[18] K.F. Howlett, K. Sakamoto, A. Garnham, D. Cameron-Smith, M. Hargreaves, Resistance exerci and insulin regulate

AS160 and interaction with 14-3-3 in human skeletal muscle,

Diabetes 56 (2007) 1608–1614.

[19] K. Sakamoto, G.D. Holman, Emerging role for

AS160/TBC1D4 and TBC1D1 in the regulation of GLUT4 traf?c,

Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 295 (2008) E29–E37.

[20] A. McBride, S. Ghilagaber, A. Nikolaev, D.G. Hardie, The

glycogen-binding domain on the AMPK beta subunit allows the

kina to act as a glycogen nsor, Cell Metab. 9 (2009) 23–34.

[21] J.D. Bartlett, J. Louhelainen, Z. Iqbal, A.J. Cochran, M.J.

Gibala, W. Gregson, G.L. Clo, B. Drust, J.P. Morton, Reduced

carbohydrate availability enhances exerci-induced p53

signaling in human skeletal muscle: implications for

mitochondrial biogenesis, Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp.

Physiol. 304 (2013) R450–R458.

[22] J.F. Wojtaszewski, C. MacDonald, J.N. Nieln, Y. Hellsten,

D.G. Hardie, B.E. Kemp, B. Kiens, E.A. Richter, Regulation of

5′AMP-activated protein kina activity and substrate utilization

in exercising human skeletal muscle, Am. J. Physiol. Endocrinol.

Metab. 284 (2003) E813–E822.

[23] W.K. Yeo, S.L. McGee, A.L. Carey, C.D. Paton, A.P. Garnham,

M. Hargreaves, J.A. Hawley, Acute signalling respons to inten

endurance training com-menced with low or normal muscle

glycogen, Exp. Physiol. 95 (2010) 351–358.

[24] A. Philp, M.G. MacKenzie, M.Y. Belew, M.C. Towler, A.

Corstorphine,A. Papalamprou, D.G. Hardie, K. Baar, Glycogen

content regulates peroxisome proliferator activated receptor-

partial differential (PPAR-partial differential) activity in rat skeletal

muscle, PLoS One 8 (2013) e77200.

[25] C.B. Tanner, S.R. Madn, D.M. Hallowell, D.M. Goring,

T.M. Moore, S.E. Hardman, M.R. Heninger, D.R. Atwood, D.M.

Thomson, Mitochondrial and performance adaptations to

exerci training in mice lacking skeletal muscle LKB1, Am. J.

Physiol. Endocrinol. Metab. 305 (2013) E1018–E1029.

[26] J. Fentz, R. Kjobsted, C.M. Kristenn, J.R. Hingst, J.B. Birk,

A. Gudikn,M. Foretz, P. Schjerling, B. Viollet, H. Pilegaard, J.F.

Wojtaszewski, AMPKalpha is esntial for acute exerci-induced

gene respons but not for exerci training-induced

adaptations in mou skeletal muscle, Am. J. Physiol. En-docrinol.

Metab. 00157 (2015) 02015.

[27] S.L. McGee, K.F. Howlett, R.L. Starkie, D. Cameron-Smith,

B.E. Kemp,M. Hargreaves, Exerci increas nuclear AMPK

alpha2 in human skeletal muscle, Diabetes 52 (2003) 926–928.

[28] S. Jager, C. Handschin, J. St-Pierre, B.M. Spiegelman,

AMP-activated protein kina (AMPK) action in skeletal muscle

via direct phosphorylation of PGC-1alpha, Proc. Natl. Acad. Sci.

USA 104 (2007) 12017–12022.

[29] S.L. McGee, D. Sparling, A.L. Olson, M. Hargreaves,

Exerci increas MEF2-and GEF DNA-binding activity in human

skeletal muscle, FASEB J. 20 (2006) 348–349.

[30] S.L. McGee, B.J. van Denderen, K.F. Howlett, J. Mollica, J.D.

Schertzer, B.E. Kemp, M. Hargreaves, AMP-activated protein

kina regulates GLUT4 transcription by phosphorylating histone

deacetyla 5, Diabetes 57 (2008) 860–867.

[31] S.L. McGee, M. Hargreaves, Histone modi?cations and

exerci adaptations, J. Appl. Physiol. (1985) 110 (2011) 258–263.

[32] A.J. Gilde, M. Van Biln, Peroxisome proliferator-activated receptors(PPARS): regulators of gene expression in

heart and skeletal muscle, Acta Physiol. Scand. 178 (2003) 425–434.

[33] D.M. Muoio, T.R. Koves, Skeletal muscle adaptation to

fatty acid depends on coordinated actions of the PPARs and

PGC1 alpha: implications for metabolic dia, Appl. Physiol.

Nutr. Metab. 32 (2007) 874–883.

[34] J. Bergstrom, L. Hermann, E. Hultman, B. Saltin, Diet,

muscle glycogen and physical performance, Acta Physiol. Scand.

71 (1967) 140–150.

[35] J.A. Hawley, E.J. Schabort, T.D. Noakes, S.C. Dennis,

Carbohydrate-loading and exerci performance. An update,

Sports Med. 24 (1997) 73–81.

[36] L.M. Burke, J.A. Hawley, S.H. Wong, A.E. Jeukendrup,

Carbohydrates for training and competition, J. Sports Sci. 29

(Suppl. 1) (2011) S17–S27.

[37] T. Stellingwerff, G.R. Cox, Systematic review:

carbohydrate supplementation on exerci performance or

capacity of varying durations, Appl. Physiol. Nutr. Metab. 39

(2014) 998–1011.

[38] A. Jeukendrup, A step towards personalized sports

nutrition: carbohydrate intake during exerci, Sports Med. 44

(Suppl. 1) (2014) S25–S33.

[39] T. Stellingwerff, H. Boon, A.P. Gijn, J.H. Stegen, H.

Kuipers, L.J. van Loon, Carbohydrate supplementation during

prolonged cycling exerci spares muscle glycogen but does not

affect intramyocellular lipid u, P?ugers Arch. 454 (2007) 635–647.

[40] J.T. Gonzalez, C.J. Fuchs, F.E. Smith, P.E. Thelwall, R. Taylor,

E.J. Stevenson, M.I. Trenell, N.M. Cermak, L.J. van Loon, Ingestion

of gluco or sucro pre-vents liver but not muscle glycogen

depletion during prolonged endurance-type exerci in trained

cyclists, Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 00376 (2015) 02015.

[41] E.F. Coyle, A.R. Coggan, M.K. Hemmert, J.L. Ivy, Muscle

glycogen utilization during prolonged strenuous exerci when

fed carbohydrate, J. Appl. Physiol. 61 (1986) 165–172.

[42] A. Jeukendrup, F. Brouns, A.J. Wagenmakers, W.H. Saris,

Carbohydrate–electrolyte feedings improve 1 h time trial cycling

performance, Int. J. Sports Med. 18 (1997) 125–129.

[43] J.M. Carter, A.E. Jeukendrup, C.H. Mann, D.A. Jones, The

effect of gluco infusion on gluco kinetics during a 1-h time

trial, Med. Sci. Sports Exerc. 36 (2004) 1543–1550.

[44] J.M. Carter, A.E. Jeukendrup, D.A. Jones, The effect of

carbohydrate mouth rin on 1-h cycle time trial performance,

Med. Sci. Sports Exerc. 36 (2004) 2107–2111.

[45] L.M. Burke, R.J. Maughan, The Governor has a sweet

tooth-mouth nsing of nutrients to enhance sports

performance, Eur. J. Sport Sci. 15 (2015) 29–40.

[46] E.S. Chambers, M.W. Bridge, D.A. Jones, Carbohydrate

nsing in the human mouth: effects on exerci performance

and brain activity, J. Physiol. 587 (2009) 1779–1794.

[47]C. Lane, S.R. Bird, L.M. Burke, J.A. Hawley, Effect of a

carbohydrate mouth rin on simulated cycling time-trial

performance commenced in a fed or fasted state, Appl. Physiol.

Nutr. Metab. 38 (2013) 134–139.

[48] A.M. Kasper, S. Cocking, M. Cockayne, M. Barnard, J.

Tench, L. Parker,J. McAndrew, C. Langan-Evans, G.L. Clo, J.P.

Morton, Carbohydrate mouth rin and caffeine improves high-intensity interval running capacity when carbohydrate restricted,

Eur. J. Sport Sci. (2015) 1–9.

[49] M.J. Lee, K.M. Hammond, A. Vasdev, K.L. Poole, S.G.

Impey, G.L. Clo, J.P. Morton, Self-lecting ?uid intake while

maintaining high carbohydrate availability does not impair half-marathon performance, Int. J. Sports Med. 35 (2014) 1216–1222.

[50] B. Pfeiffer, T. Stellingwerff, E. Zaltas, A.E. Jeukendrup,

CHO oxidation from a CHO gel compared with a drink during

exerci, Med. Sci. Sports Exerc. 42 (2010) 2038–2045.

[51] B. Pfeiffer, T. Stellingwerff, E. Zaltas, A.E. Jeukendrup,

Oxidation of solid versus liquid CHO sources during exerci,

Med. Sci. Sports Exerc. 42 (2010) 2030–2037.

[52] X. Zhang, N. O’Kennedy, J.P. Morton, Extreme variation

of nutritional com-position and osmolality of commercially

available carbohydrate energy gels, Int. J. Sport Nutr. Exerc.

Metab. 25 (2015) 504–509.

[53] B. Pfeiffer, T. Stellingwerff, A.B. Hodgson, R. Randell, K.

Pottgen, P. Res, A.E. Jeukendrup, Nutritional intake and

gastrointestinal problems during competitive endurance events,

Med. Sci. Sports Exerc. 44 (2012) 344–351.

[54] E.P. de Oliveira, R.C. Burini, A. Jeukendrup,

Gastrointestinal complaints dur-ing exerci: prevalence, etiology,

and nutritional recommendations, Sports Med. 44 (Suppl. 1)

(2014) S79–S85.

[55] W.K. Yeo, C.D. Paton, A.P. Garnham, L.M. Burke, A.L. Carey,

J.A. Hawley, Skeletal muscle adaptation and performance

respons to once a day versus twice every cond day

endurance training regimens, J. Appl. Physiol. 105 (2008) 1462–1470.

[56] J.J. Widrick, D.L. Costill, W.J. Fink, M.S. Hickey, G.K.

McConell, H. Tanaka, Carbohydrate feedings and exerci

performance: effect of initial muscle glycogen concentration, J.

Appl. Physiol. (1985) 74 (1993) 2998–3005.

[57] J.A. Hawley, J.P. Morton, Ramping up the signal:

promoting endurance training adaptation in skeletal muscle by

nutritional manipulation, Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 41 (2014)

608–613.

[58] J.D. Bartlett, J.A. Hawley, J.P. Morton, Carbohydrate

availability and exerci training adaptation: too much of a good

thing? Eur. J. Sport Sci. 15 (2015) 3–12.

[59] J.P. Morton, L. Croft, J.D. Bartlett, D.P. Maclaren, T. Reilly,

L. Evans, A. McArdle,B. Drust, Reduced carbohydrate availability

does not modulate training-in-duced heat shock protein

adaptations but does upregulate oxidative enzyme activity in

human skeletal muscle, J. Appl. Physiol. 106 (2009) 1513–1521.

[60] K. Van Proeyen, K. Szlufcik, H. Nielens, M. Ramaekers, P.

Hespel, Bene?cial metabolic adaptations due to endurance

exerci training in the fasted state,J. Appl. Physiol. (1985) 110

(2011) 236–245.

[61] C.J. Hulston, M.C. Venables, C.H. Mann, C. Martin, A.

Philp, K. Baar, A.E. Jeukendrup, Training with low muscle glycogen

enhances fat metabolism in well-trained cyclists, Med. Sci. Sports

Exerc. 42 (2010) 2046–2055.

[62] A.K. Hann, C.P. Fischer, P. Plomgaard, J.L. Andern, B.

Saltin, B.K. Pedern, Skeletal muscle adaptation: training twice

every cond day vs. training once daily, J. Appl. Physiol. (1985)

98 (2005) 93–99.

[63] A.J. Cochran, F. Myslik, M.J. MacInnis, M.E. Percival, D.

Bishop, M.A. Tarnopolsky, M.J. Gibala, Manipulating carbohydrate

availability between twice-daily ssions of high-intensity interval

training over 2 weeks im-proves time-trial performance, Int. J.

Sport Nutr. Exerc. Metab. 25 (2015) 463–470.

[64] L.M. Burke, Fueling strategies to optimize performance:

training high or training low? Scand. J. Med. Sci. Sports 20 (Suppl.

2) (2010) 48–58.

[65] A.J. Cochran, J.P. Little, M.A. Tarnopolsky, M.J. Gibala,

Carbohydrate feeding during recovery alters the skeletal muscle

metabolic respon to repeated ssions of high-intensity

interval exerci in humans, J. Appl. Physiol. 108 (2010) 628–636.

[66] N. Psilander, P. Frank, M. Flockhart, K. Sahlin, Exerci

with low glycogen increas PGC-1alpha gene expression in

human skeletal muscle, Eur. J. Appl. Physiol. 113 (2013) 951–963.

[67] D.C. Nieman, Marathon training and immune function,

Sports Med. 37(2007) 412–415.

[68] G.R. Cox, S.A. Clark, A.J. Cox, S.L. Halson, M. Hargreaves,

J.A. Hawley,N. Jeacocke, R.J. Snow, W.K. Yeo, L.M. Burke, Daily

training with high car-bohydrate availability increas exogenous

carbohydrate oxidation during endurance cycling, J. Appl. Physiol.

(1985) 109 (2010) 126–134.

[69] K.R. Howarth, N.A. Moreau, S.M. Phillips, M.J. Gibala,

Coingestion of protein with carbohydrate during recovery from

endurance exerci stimulates skeletal muscle protein synthesis

in humans, J. Appl. Physiol. 106 (2009) 1394–1402.

[70] S.G. Impey, D. Smith, A.L. Robinson, D.J. Owens, J.D.

Bartlett, K. Smith,M. Limb, J. Tang, W.D. Frar, G.L. Clo, J.P.

Morton, Leucine-enriched protein feeding does not impair

exerci-induced free fatty acid availability and lipid oxidation:

bene?cial implications for training in carbohydrate-restricted

states, Amino Acids 47 (2015) 407–416.

[71] H. Pilegaard, T. Osada, L.T. Andern, J.W. Helge, B. Saltin,

P.D. Neufer, Sub-strate availability and transcriptional regulation

of metabolic genes in hu-man skeletal muscle during recovery

from exerci, Metabolism 54 (2005) 1048–1055.

[72] S.C. Lane, D.M. Camera, D.G. Lassiter, J.L. Areta, S.R. Bird,

W.K. Yeo, N.A. Jeacocke, A. Krook, J.R. Zierath, L.M. Burke, J.A.

Hawley, Effects of sleeping with reduced carbohydrate availability

on acute training respons, J. Appl. Physiol. (1985) 119 (2015)

643–655.

[73] L. Burke, Re-Examining High-Fat Diets for Sports

Performance: Did We Call the ‘Nail in the Cof?n’ Too Soon?

Sports Med., 2015 (November 9:epub ahead of print).

[74] J.S. Volek, T. Noakes, S.D. Phinney, Rethinking fat as a fuel

for endurance exerci, Eur. J. Sport Sci. 15 (2015) 13–20.

[75] S.D. Phinney, B.R. Bistrian, W.J. Evans, E. Gervino, G.L.

Blackburn, The human metabolic respon to chronic ketosis

without caloric restriction: prerva-tion of submaximal exerci

capability with reduced carbohydrate oxidation, Metabolism 32

(1983) 769–776.

[76] W.K. Yeo, A.L. Carey, L. Burke, L.L. Spriet, J.A. Hawley, Fat

adaptation in well-trained athletes: effects on cell metabolism,

Appl. Physiol. Nutr. Metab. 36 (2011) 12–22.

[77] L. Havemann, S.J. West, J.H. Goedecke, I.A. Macdonald, A.

St. Clair Gibson, T.D. Noakes, E.V. Lambert, Fat adaptation

followed by carbohydrate loading compromis high-intensity

sprint performance, J. Appl. Physiol. (1985) 100 (2006) 194–202.

[78] T. Stellingwerff, L.L. Spriet, M.J. Watt, N.E. Kimber, M.

Hargreaves, J.A. Hawley,L. M. Burke, P.D.H. Decread, activation

and glycogenolysis during exerci following fat adaptation with

carbohydrate restoration, Am. J. Physiol. En-docrinol. Metab. 290

(2006) E380–E388.

[79] L.M. Burke, B. Kiens, “Fat adaptation” for athletic

performance: the nail in the cof?n? J. Appl. Physiol. (1985) 100

(2006) 7–8.

[80] A.D. Faigenbaum, R.S. Lloyd, J. MacDonald, G.D. Myer,

Citius, Altius, Fortius: bene?cial effects of resistance training for

young athletes, Br. J. Sports Med.(2015).

[81] T. Moritani, H.A. deVries, Neural factors versus

hypertrophy in the time cour of muscle strength gain, Am. J.

Phys. Med. 58 (1979) 115–130.

[82] O.R. Seynnes, M. de Boer, M.V. Narici, Early skeletal

muscle hypertrophy and architectural changes in respon to

high-intensity resistance training, J. Appl. Physiol. (1985) 102

(2007) 368–373.

[83] T.A. Churchward-Venne, N.A. Burd, S.M. Phillips,

Nutritional regulation of muscle protein synthesis with resistance

exerci: strategies to enhance anabolism, Nutr. Metab. (Lond.) 9

(2012) 40.

[84] N.M. Cermak, P.T. Res, L.C. de Groot, W.H. Saris, L.J. van

Loon, Protein sup-plementation augments the adaptive respon

of skeletal muscle to re-sistance-type exerci training: a meta-analysis, Am. J. Clin. Nutr. 96 (2012) 1454–1464.

[85] K. Baar, K. Esr, Phosphorylation of p70(S6k) correlates

with incread skeletal muscle mass following resistance exerci,

Am. J. Physiol. 276 (1999) C120–C127.

[86] Y.W. Chen, G.A. Nader, K.R. Baar, M.J. Fedele, E.P. Hoffman,

K.A. Esr, Re-spon of rat muscle to acute resistance exerci

de?ned by transcriptional and translational pro?ling, J. Physiol.

545 (2002) 27–41.

[87] A. Chesley, J.D. MacDougall, M.A. Tarnopolsky, S.A.

Atkinson, K. Smith, Changes in human muscle protein synthesis

after resistance exerci, J. Appl. Physiol. (1985) 73 (1992) 1383–1388.

[88] J.J. McCarthy, K.A. Esr, Anabolic and catabolic

pathways regulating skeletal muscle mass, Curr. Opin. Clin. Nutr.

Metab. Care 13 (2010) 230–235.

[89] S.C. Bodine, T.N. Stitt, M. Gonzalez, W.O. Kline, G.L. Stover,

R. Bauerlein,E. Zlotchenko, A. Scrimgeour, J.C. Lawrence, D.J. Glass,

G.D. Yancopoulos, Akt/mTOR pathway is a crucial regulator of

skeletal muscle hypertrophy and can prevent muscle atrophy in

vivo, Nat. Cell Biol. 3 (2001) 1014–1019.

[90] J.M. Dickinson, C.S. Fry, M.J. Drummond, D.M.

Gundermann, D.K. Walker, E.L. Glynn, K.L. Timmerman, S. Dhanani,

E. Volpi, B.B. Rasmusn, Mammalian target of rapamycin

complex 1 activation is required for the stimulation of human

skeletal muscle protein synthesis by esntial amino acids, J. Nutr.

141 (2011) 856–862.

[91] M.J. Drummond, C.S. Fry, E.L. Glynn, H.C. Dreyer, S.

Dhanani, K.L. Timmerman, E. Volpi, B.B. Rasmusn, Rapamycin

administration in hu-mans blocks the contraction-induced

increa in skeletal muscle protein synthesis, J. Physiol. 587 (2009)

1535–1546.

[92] V. Mieulet, M. Roceri, C. Espeillac, A. Sotiropoulos, M.

Ohanna, V. Oorschot,J. Klumperman, M. Sandri, M. Pende, S6

kina inactivation impairs growth and translational target

phosphorylation in muscle cells maintaining proper regulation of

protein turnover, Am. J. Physiol. Cell Physiol. 293 (2007) C712–C722.

[93] M. Ohanna, A.K. Sobering, T. Lapointe, L. Lorenzo, C.

Praud, E. Petroulakis,N. Sonenberg, P.A. Kelly, A. Sotiropoulos, M.

Pende, Atrophy of S6K1(/) skeletal muscle cells reveals distinct

mTOR effectors for cell cycle and size control, Nat. Cell Biol. 7

(2005) 286–294.

[94] X. Zheng, Y. Liang, Q. He, R. Yao, W. Bao, L. Bao, Y. Wang,

Z. Wang, Current models of mammalian target of rapamycin

complex 1 (mTORC1) activation by growth factors and amino

acids, Int. J. Mol. Sci. 15 (2014) 20753–20769.

[95] M.G. Mackenzie, D.L. Hamilton, J.T. Murray, K. Baar,

mVps34 is activated by an acute bout of resistance exerci,

Biochem. Soc. Trans. 35 (2007) 1314–1316.

[96] K.M. Dodd, A.R. Tee, Leucine and mTORC1: a complex

relationship, Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 302 (2012) E1329–E1342.

[97] G.R. Christie, E. Hajduch, H.S. Hundal, C.G. Proud, P.M.

Taylor, Intracellular nsing of amino acids in Xenopus laevis

oocytes stimulates p70 S6 kina in a target of rapamycin-dependent manner, J. Biol. Chem. 277 (2002) 9952–9957.

[98] S.J. Crozier, S.R. Kimball, S.W. Emmert, J.C. Anthony, L.S.

Jefferson, Oral leu-cine administration stimulates protein

synthesis in rat skeletal muscle, J. Nutr. 135 (2005) 376–382.

[99] P.L. Greenhaff, L.G. Karagounis, N. Peirce, E.J. Simpson, M.

Hazell, R. Lay?eld,H. Wackerhage, K. Smith, P. Atherton, A. Selby,

M.J. Rennie, Disassociation between the effects of amino acids

and insulin on signaling, ubiquitin li-gas, and protein turnover

in human muscle, Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 295 (2008)

E595–E604.

[100] A. Beugnet, A.R. Tee, P.M. Taylor, C.G. Proud, Regulation

of targets of mTOR (mammalian target of rapamycin) signalling

by intracellular amino acid availability, Biochem. J. 372 (2003)

555–566.

[101] L. Bar-Peled, D.M. Sabatini, Regulation of mTORC1 by

amino acids, Trends Cell Biol. 24 (2014) 400–406.